Instrucciones para el Médico

Datos requeridos para la solicitud de un hemocultivo

• Nombre y apellido del paciente. Si el paciente no está reconocido entonces se utilizará el nombre de la madre pero debe especificar esta condición con la palabra “hijo”.
• Número de registro o cédula del paciente. Si el paciente no tiene este tipo de identificación se podrá utilizar la cédula de la madre.
• Fecha y hora de solicitud del hemocultivo.
• Fecha y hora de toma del hemocultivo.
• Fecha de nacimiento del paciente.
• Peso del paciente en kilogramos.
• Sitio de toma del hemocultivo (Sangre periférica, línea arterial, catéter venoso central). Anotar en la volante de Laboratorio Clínico el sitio de la toma de la muestra.
• Volumen de sangre inoculado en el hemocultivo en mililitros.
• Número de set de hemocultivo (un set generalmente incluye una botella aeróbica y una anaeróbica). Cada set debe ser identificado como: set # 1 ó set # 2. Y el número de botella correspondiente.
• Nombre del médico que solicita el hemocultivo.
• Nombre del personal que realiza la extracción.
• Anotar en la solicitud si se está utilizando algún antibiótico.

A los pacientes con un peso mayor a 2 Kg. se les debe tomar dos sets de hemocultivos, los cuales deben ser obtenidos de sitios diferentes de extracción en un periodo entre 30 y 90 minutos, excepto en pacientes graves que requieran inicio inmediato de antibióticos, en los cuales se podrán tomar los dos sets de hemocultivos seguidos, sólo cambiando el sitio de punción.

En pacientes con sospecha de bacteriemia intermitente se recomienda tomar múltiples hemocultivos separados por 6 a 36 horas.

La siguiente tabla específica el volumen total de sangre que debe ser recolectado para cada set de hemocultivo, según el peso del paciente.

Volúmenes de sangre recomendados para hemocultivos en pacientes pediátricos.

Peso del Paciente (kg)

Volumen de sangre a extraer (ml)

Primera serie

Segunda serie

Botella

aeróbica

Botella

anaeróbica

Botella

aeróbica

Botella

anaeróbica

≤ 1.0 1.0 —— —— ——
1.1-2.0 2.0 —— —– ——
2.1-3.0 2.0 —— 2.0 ——
3.1-12.7 4.0 —— 2.0 ——
12.8-36.3 5.0 5.0 5.0 5.0
>36.3 10 10 10 10
a) La primera botella de cada serie corresponde a la botella aeróbica y la segunda, a la botella anaeróbica. En ausencia de indicación de hemocultivo anaerobio, se colocará todo el volumen correspondiente a esa serie en una botella aeróbica.

b) Los sets de hemocultivos se deben tomar con una diferencia de 30 a 90 min, excepto en pacientes graves que requieren inicio inmediato de antibióticos. En estos últimos, los 2 sets de hemocultivos se pueden tomar seguidos sólo cambiando el sitio de punción.

c) En botellas pediátricas se puede inocular un máximo de 4 ml de sangre. Si el volumen requerido es mayor de este volumen, se solicitará una botella para adultos o se utilizarán dos botellas pediátricas.

Protocolo de flebotomía recomendado para la toma de muestras de hemocultivos

A continuación se describen los pasos necesarios para reducir la tasa de contaminación durante el proceso de recolección de muestras de hemocultivos:

• Solicitar apoyo para realizar el procedimiento. La toma de hemocultivo requiere siempre de la presencia de un asistente.
• Preparar los materiales necesarios.
• Preguntar al paciente, tutor o padres si están de acuerdo con la extracción de muestras para hemocultivo. Informar y tranquilizar al paciente.
• Identificar adecuadamente al paciente por su nombre y apellido, verifique su registro médico o cédula.
• Lavarse las manos con agua y jabón.
• Utilizar guantes desechables limpios.
• Preparar la botella de hemocultivo para la inoculación, retire las tapas sin contaminar y limpie la parte superior con alcohol isopropílico al 70%.
• Evaluar y seleccionar el sitio de punción.
• Limpiar el sitio de punción con alcohol al 70% con un movimiento circular del centro hacia afuera con un diámetro de 5 a 8 cm. Si la gasa o algodón se ven sucios después de la limpieza, utilice una segunda limpieza.
• Para desinfectar el área, utilizar una almohadilla estéril impregnada con gluconato de clorhexidina al 2%, aplicando sobre el área punción desde del centro hacia afuera con movimientos circulares hasta cubrir un área de dos a tres pulgadas de diámetro.
• Repetir el procedimiento con una segunda almohadilla humedecida con el desinfectante. (deje secar por un mínimo de 30 segundos).

• Colocar el torniquete entre 5 y 8 cm del sitio de extracción, siendo cuidadoso de no tocar el área desinfectada con el mismo o con los guantes. Si el torniquete ha permanecido en el sitio por más de 2 minutos, se debe quitar y esperar 2 minutos antes de volver a colocar. Mantener el torniquete más de 2 minutos puede producir hemólisis y alterar los resultados.
• Colocarse guantes estériles
• Ejecutar la flebotomía usando jeringas de tamaño acorde al volumen de sangre que se requiere extraer.
• Cubrir el sitio de punción con una gasa estéril para no contaminar la muestra.
• Inocular primero la botella aeróbica y luego la anaeróbica.
• Inocular la sangre en la botella de hemocultivo con la aguja que utilizó para realizar la extracción.
• Si se está extrayendo sangre para otras pruebas con la misma jeringa, primero debe inocular las botellas de hemocultivo antes de inyectar la sangre en otros tubos/botellas. Realizar la inoculación en otro orden puede contaminar la botella de cultivo e invalidar el resultado del mismo.
• Mezclar la botella suavemente y varias veces para evitar la formación de coágulos.
• Si la botella cuenta con etiqueta de código de barra desprendible, pegarlo en la solicitud.
• Desechar la aguja y jeringa en un contenedor adecuado.
• Enviar la muestra de hemocultivo al laboratorio siguiendo el protocolo estándar de manejo y transporte de hemocultivos.
• Usar alcohol isopropílico al 70% para limpiar el área donde se realizó la extracción de la muestra. (eliminar los restos de gluconato de clorhexidina 2%)
• Retirar los guantes y descártelos en un contenedor apropiado.
• Lavarse las manos al terminar

Recomendaciones

  • Para infantes y niños pequeños el volumen de sangre extraído no debe ser mayor del 1% del volumen total del paciente.
  • Si se utiliza solamente botellas aeróbicas, se deben utilizar dos botellas en el caso que sea necesario para completar el volumen correspondiente a esa serie.
  • La sangre puede ser extraída directamente en contenedores que contengan polyanetholsulfonato de sodio (SPS), pero jamás deberán ser tomados en contenedores con otros anticoagulantes.
  • La muestra de sangre para hemocultivo debe extraerse, siempre que sea posible, por punción venosa. La utilización de sangre arterial no ha demostrado ventajas sobre la venosa.

Los especímenes de orina pueden ser contaminadas con flora perianal, periuretral o vaginal durante la recolección.

La técnica de recolección de muestras de orinas es crítica, desde que una muestra es recolectada de forma inadecuada a menudo resulta en la producción de datos inexactos.

A continuación se muestran los tipos de técnica para la recolección de orina:

PRUEBAS Y CONDICIONES PARA LA TOMA DE MUESTRA  DE LA SECCIÓN DE HEMATOLOGÍA

Prueba CONDICIÓN REQUERIDA DEL PACIENTE CONTENEDOR Y VOLUMEN DE MUESTRA CONTENEDOR Y VOLUMEN DE MUESTRA INTERFERENTES/ LIMITACIONES / FUENTES DE VARIACIÓN Temperatura Tiempo Tipo de Muestra DIA QUE SE EFECTÚA LA PRUEBA TIEMPO DE ENTREGA
DE
RESULTADOS
Hemograma Ninguna Microtubo/Tubo de tapa lila
375-500 µl/1-2 ml
AIM
Impedancia Electrónica Observación Microscópica
No se procesan muestras con coagulo y microcoágulo. Ambiente 2– 8 °C 6 horas
24 horas
Sangre Completa en EDTA DIARIO DIARIO
Coagulación Se recomienda ayuno de 2 horas Microtubo/Tubo de tapa celeste 1 ml/1.8 ml Densidad Óptica No se procesan muestras con coagulo y microcoágulo.
Hemolísis, ictericia y lipemia. Contenedor con sobre o baja cantidad de muestra.
Ambiente 2– 4 °C 2 horas Plasma en Citrato de Sodio DIARIO DIARIO
Electroforesis de
Hemoglobina
Ninguna Microtubo/Tubo de tapa lila
1 ml
HPLC Ambiente 2– 8 °C 2 horas
7 dias
Sangre Completa en EDTA LUNES A VIERNES LUNES A VIERNES
Hemoglobina glicosilada Ninguna Microtubo/Tubo de tapa lila
1 ml
HPLC Cualquier condición que disminuya la vida media de los eritrocitos disminuye los valores.
HbD y HbE
HbF >30%
Ambiente 2– 8 °C 2 horas
7 dias
Sangre Completa en EDTA LUNES A VIERNES LUNES A VIERNES

Valores Normales de Referencia Hemograma

edad WBC

x 103/ul

RBC

x 106/ul

HGB

g/dL

HCT

%

VCM

FL

hcm

PG

PLAQUETAS

103/ul

RDW

%

CHCM

g/dl

vpm

FL

Neonatos 9.1 – 34.3 4.1 – 6.7 15.0 – 24.0 44 – 78 102 – 115 33 – 39 150 – 450 13.0 – 18.0 32 – 36 6.0 – 9.5
29 días – 23 meses 6.0 – 14.0 3.8 – 5.4 10.5 – 14.0 32 – 42 72 – 88 24 – 30 150 – 450 11.5 – 16.0 32 – 36 6.0 – 9.5
2-9 años 4.0 – 12.0 4.0 – 5.3 11.5 – 14.5 33 – 43 76 – 90 25 – 31 150 – 450 11.5 – 15.0 32 – 36 6.0 – 9.5
10 – 17 años

Varones

Mujeres

4.0 – 10.5

4.0 – 10.5

4.2 – 5.6

4.1 – 5.3

12.5 – 14.1

12.0 – 15.0

36 – 47

35 – 45

80 – 95

80 – 95

27 – 32

27 – 32

150 – 450

150 – 450

11.5 – 14.5

11.5 – 14.5

32 – 36

32 – 36

6.0 – 9.5

6.0 – 9.5

>18 años

Varones

Mujeres

4.0 – 10.5

4.0 – 10.5

4.7 – 6.0

4.2 – 5.4

13.5 – 18.0

12.5 – 16.0

42 – 52

37 -47

80 – 100

80 – 100

27 – 32

27 – 32

150 – 450

150 – 450

11.5 – 14.5

11.5 – 14.5

32 – 36

32 – 36

6.0 – 9.5

6.0 – 9.5

Valores Normales de Referencia Diferencial Leucocitario en Porcentaje

Edad Neutrófilos Segmentados % Neutrófilos Banda % Linfocitos % Mononucleares % Eosinófilos % Basófilos %
Neonatos 40 -60 < 3.5 20 – 40 1 –  12 1 – 6 0 – 2
29 dias – 23 meses 20 – 40 <  1 50 – 60 2 –  11 1 – 6 0  – 2
2 – 9  años 35  – 50 <  1 40 – 60 2  – 11 1  – 4 0  – 2
10 – 17 años 35 – 55 <  1 30 – 50 2  – 11 1 –  3 0  – 2
>18 años 50  – 60 <  1 30 – 50 2  – 11 1 –  3 0  – 2

Valores Normales de Referencia Diferencial Leucocitario Valor Absoluto

edad Neutrófilos Totales †
x 103/ul‡
Neutrófilos Segmentados
x 103/ul‡
Neutrófilos Banda
x 103/ul‡
Linfocitos x 103/ul ‡ Mononucleares x 103/ul ‡ Eosinófilos
x 103/ul ‡
Basófilos
103/ul ‡
Neonatos 6.0 – 23.5 6.0 – 20.0 ‹ 3.5 2.5 – 10.5 ‹ 3.5 ‹ 2.0 ‹ 0.4
29 dias – 23 meses 1.1 – 6.6 1.0 – 6.0 ‹ 1.0 1.0 – 9.0 ‹ 1.0 ‹ 0.7 ‹ 0.1
2 – 9  años 1.4 – 6.6 1.2  – 6.0 ‹ 1.0 1.0 – 5.5 ‹ 1.0 ‹ 0.7 ‹ 0.1
10 – 17 años 1.5  – 6.6 1.3 – 6.0 ‹ 1.0 1.0 – 3.5 ‹ 1.0 ‹ 0.7 ‹ 0.1
>18 años 1.5  – 6.6 1.3 – 6.0 ‹ 1.0 1.5 – 3.5 ‹ 1.0 ‹ 0.7 ‹ 0.1

Valores Normales de Referencia de Velocidad de Eritrosedimentación (VES)

Edad mm/hora
Neonatos 0 – 2
29 días – 23 meses 0 – 10
2 – 9  años 0 – 11

Valores Normales de Referencia de Electroforesis de Hemoglobina

Edad Hgb A1
%
Hgb A2
%‡
Hgb F
%‡
Hgb S
%‡
Hgb C
%‡
Neonatos 26.5 – 46.5 < 3.5 50 – 80 0 0
29 días –  23 meses 46.5 – 94.5 < 3.5 2 – 50 0 0
>2 años 95 2.0  – 3.5 0.8 – 2.0 0 0

EXÁMENES DE URINÁLISIS

Intervalos Biológicos de Referencia

PRUEBA INTERVALOS DE REFERENCIA MUESTRA DÍA EN QUE SE EFECTÚA INDICACIONES PARA LA PRUEBA
Rango Unidad
EXAMEN MACROSCÓPICO
COLOR Amarillo Claro
Amarillo Oscuro
Orina Lunes a Domingo Ninguna
ASPECTO Claro
Ligeramente Turbio
Orina Lunes a Domingo Ninguna
GRAVEDAD ESPECÍFICA 1.015 – 1.025
>1.025 con restricción de agua
Orina Lunes a Domingo Ninguna
REACCIÓN (pH) 5.0 – 8.0 Orina Lunes a Domingo Ninguna
ALBÚMINA Negativa Orina Lunes a Domingo Ninguna
GLUCOSA Negativa Orina Lunes a Domingo Ninguna
ACETONA Negativa Orina Lunes a Domingo Ninguna
BILIS Negativa Orina Lunes a Domingo Ninguna
SANGRE OCULTA Negativa Orina Lunes a Domingo Ninguna
NITRITO Negativo Orina Lunes a Domingo Ninguna
UROBILINÓGENO Normal ó  0.2 – 1 mg/dl Orina Lunes a Domingo Ninguna
BACTERIAS No se observó Orina Lunes a Domingo Ninguna
ERITROCITOS 0 – 3 XC Orina Lunes a Domingo Ninguna
MUCOSIDADES No se observó Orina Lunes a Domingo Ninguna
TRICOMONAS No se observó Orina Lunes a Domingo Ninguna
LEVADURAS No se observó Orina Lunes a Domingo Ninguna
CRISTALES No se observó Orina Lunes a Domingo Ninguna
CILINDROS No se observó Orina Lunes a Domingo Ninguna
PRUEBAS CONFIRMATORIAS
ALBÚMINA
(Ácido Sulfosalicílico al 3%)
Negativa Positiva Trazas         1+
2+
3+
4+
Orina Lunes a Domingo Ninguna
GLUCOSA Negativa
Positiva
Orina Lunes a Domingo Ninguna
ACETONA Negativa
Positiva
Orina Lunes a Domingo Ninguna
BILIRRUBINA Negativa
Positiva
Orina Lunes a Domingo Ninguna
UROBILINÓGENO Negativa
Positiva
Orina Lunes a Domingo Ninguna

EXÁMENES DE PARASITOLOGÍA

Intervalos Biológicos de Referencia

PRUEBA INTERVALOS DE REFERENCIA MUESTRA DÍA EN QUE SE EFECTÚA INDICACIONES PARA LA PRUEBA
Rango                          Unidad
HECES GENERALES
COLOR Chocolate Heces Lunes a Domingo Ninguna
APARIENCIA Formada a Pastosa Heces Lunes a Domingo Ninguna
AMEBAS No se observó Heces Lunes a Domingo Ninguna
PARÁSITOS No se observó Heces Lunes a Domingo Ninguna
OTROS EXÁMENES
SANGRE OCULTA Negativa Heces Lunes a Domingo Ninguna
LEUCOCITOS No se observó
0                                      %
0                                      %
Heces Lunes a Domingo Ninguna
(Azul de Metileno)
Polimorfonucleares
Mononucleares
pH 6.5 – 7.5 Heces Lunes a Domingo Ninguna
Grasas No se observó Heces Lunes a Domingo Ninguna
Rotavirus Negativo Heces Lunes a Domingo Ninguna
APT Hemoglobina Materna (Negativo) Hemoglobina Fetal (Positivo) Sangre emitida por: Ano/Heces Aspirado Gástrico
Vómito
Lunes a Domingo Ninguna

Laboratorio Clínico del Hospital del Niño Dr. José Renán Esquivel
Requisitos para el envío de muestras al laboratorio.

Prueba Muestra Formulario Temperatura Prueba
Tosferina Hisopado Nasofaríngeo (2 hisopados) Formulario de notificación Obligatoria y Formulario de investigación de tosferina En frío 4-8ºC RT-PCR
Zika, Dengue, Chikungunya Tubo de química lleno Formulario de notificación Obligatoria y Formulario de Dengue En frío 4-8ºC RT-PCR
C. trachomatis, M. genitalis, Hisopo Formulario de notificación Obligatoria En frío 4-8ºC RT-PCR
N. gonorrhoeae,
U. urealytycum
Orina
T. vaginalis, M. hominis, Hisopo, Orina Formulario de notificación Obligatoria En frío 4-8ºC RT-PCR
Herpes simplex 1 y 2 LCR, sangre venosa. Tomada en tubo con EDTA 2mL
Citomegalovirus Sangre venosa. Tomada en tubo con EDTA 2mL Formulario de notificación Obligatoria En frío 4-8ºC RT-PCR
Ebstein-Barr virus Sangre venosa. Tomada en tubo con EDTA 2mL Formulario de notificación Obligatoria En frío 4-8ºC RT-PCR
HIV carga viral Sangre venosa. Tomada en tubo con EDTA 2mL Formulario de notificación Obligatoria En frío 4-8ºC RT-PCR
Mycobacterium tuberculosis
Enterovirus
Esputo, LBA, Tejido  fresco, orina
Líquido Cefalorraquídeo
Formulario de Notificación Micobacteriología
Formulario de notificación Obligatoria
TA 20-25ºC
En frío 4-8ºC
RT-PCR
RT-PCR
Clostridium difficile Heces diarréicas Formulario de notificación Obligatoria En frío 4-8ºC RT-PCR
Virus Sincicial Respiratorio Hisopado Nasofaríngeo Lavado/aspirado nasales Formulario de notificación Obligatoria
F. vigilancia Neumonía y Bronquiolitis
2-30ºC RT-PCR
Influenza A y B
VRS, Rinovirus, Parainfluenza, Metapneumovirus, Adenovirus)
Hisopado Nasofaríngeo Lavado/aspirado nasales
Hisopado Nasofaríngeo
Formulario de notificación Obligatoria
Formulario de vigilancia Neumonía y Bronquiolitis
2-30ºC RT-PCR
Histoplasma capsulatum Sangre venosa. Tomada en tubo con EDTA 2mL Formulario de notificación Obligatoria. 2-30ºC PCR
Encefalitis Equina (EEV y EEE) LCR y SUERO Formulario de notificación Obligatoria.
Formulario de Encefalitis
En frío 4-8ºC Mac ELISA IgM/ELISA Ig G